Анализ особенностей геномной организации штаммов чумного микроба, пригодных для создания новой аттенуированной вакцины

Актуальность. На сегодняшний день специфическая профилактика чумы остается наиболее эффективной мерой по предупреждению ухудшения эпидемиологической ситуации по этой особо опасной инфекции на территории Российской Федерации. Разработка новых вакцинных препаратов, созданных на основе авирулентных штаммов Yersinia pestis со специфическими генетическими дефектами, может играть решающую роль в вопросах иммунопрофилактики чумы.

Цель. Определение и сравнительный анализ геномной организации авирулентных штаммов Y. pestis И-1, Y. pestis И-3536 и вакцинного штамма Y. pestis EV линии НИИЭГ.

Материалы и методы. Особенности генетической структуры трёх штаммов Y. pestis были изучены по данным плазмидного скрининга и полногеномного секвенирования.

Результаты и обсуждение. Установлено, что штаммы Y. pestis И-1 и Y. pestis И-3536, подобно Y. pestis EV, лишены хромосомной pgm-области. Анализ последовательности Y. pestis И-1 показал, что данный штамм лишён плазмиды рМТ1, при этом отдельные её гены были найдены в структуре хромосомы и уникальной плазмиды размером 340 кб. Выявлено, что штамм Y. pestis И-3536 утратил плазмиду pCD1, однако гомологичные данной плазмиде фрагменты были обнаружены в структуре его генома.

Вывод. Полученные данные позволяют рекомендовать Y. pestis И-1 и Y. pestis И-3536 в качестве основы для разработки современной живой аттенуированной вакцины против чумы.

1. Бугоркова С. А., Девдариани З. Л., Щуковская Т. Н., Кутырев В. В. Исторические и современные представления о проблеме специфической профилактики чумы. Проблемы особо опасных инфекций. 2013;(3):63–9.

2. Микшис Н. И., Кутырев В. В. Современное состояние проблемы разработки вакцин для специфической профилактики чумы. Проблемы особо опасных инфекций. 2019;(1):50–63.

3. Вакцина чумная молекулярная микроинкапсулированная (ВЧММ). Бактериология. 2018;3(1):74–5.

4. Кутырев В. В., Ерошенко Г. А., Куклева Л. М. и др. Сравнительная генетическая характеристика вакцинного штамма Yersinia pestis EV и его предполагаемых «вирулентных производных». Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 2009;(3):50–6.

5. Perry R.D., Bobrov A.G., Fetherston J.D. The role of transition metal transporters for iron, zinc, manganese, and copper in the pathogenesis of Yersinia pestis. Metallomics. 2015;7(6): 965–78.

6. Бывалов А. А., Кутырев В. В. Современное состояние проблемы совершенствования средств вакцинопрофилактики чумы. Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 2011;(2):97–104.

7. Meyer K. F., Smith G., Foster L., Brookman M., Sung M. Live, Attenuated Yersinia pestis Vaccine: Virulent in Nonhuman Primates, Harmless to Guinea Pigs. The Journal of Infectious Diseases. 1974;29(1):85–120.

8. Meyer K.F. Effectiveness of live or killed plague vaccines in man. Bull. World Health Organ. 1970;42(5):653–6.

9. WHO Target Product Profile for Plague Vaccines. [Internet]. 2018 [Cited 07 Aug 2018]. Доступно на: http://www.who.int/blueprint/what/norms-standards/Plague_vaccines_workshop-23-april-2018/en/.

10. Mellado-Sanchez G., Ramirez K., Drachenberg C.B., et al. Characterization of systemic and pneumonic murine models of plague infection using a conditionally virulent strain. Comp Immunol Microbiol Infect Dis. 2013;36(2):113–28.

11. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). Fatal laboratory-acquired infection with an attenuated Yersinia pestis Strain--Chicago, Illinois, 2009. MMWR Morb Mortal Wkly Rep. 2011;60(7):201–5.

12. Quenee L.E., Hermanas T.M., Ciletti N., et al. Hereditary hemochromatosis restores the virulence of plague vaccine strains. J Infect Dis. 2012;206(7):1050–8.

13. Li B., Du C., Zhou L., Bi Y., Wang X., et al. Humoral and cellular immune responses to Yersinia pestis infection in long-term recovered plague patients. Clin Vaccine Immunol. 2012;19(2):228–34.

14. Davis K.J., Fritz D.L., Pitt M.L., et al. Pathology of experimental pneumonic plague produced by fraction 1-positive and fraction 1-negative Yersinia pestis in African green monkeys (Cercopithecus aethiops). Arch Pathol Lab Med. 1996;120(2):156–63.

15. Hu J., Jiao L., Hu Y., et al. One year immunogenicity and safety of subunit plague vaccine in Chinese healthy adults: An extended open-label study. Hum Vaccin Immunother. 2018;14(11): 2701–2705.

16. Jones S.M., Day F., Stagg A.J., Williamson E.D. Protection conferred by a fully recombinant sub-unit vaccine against Yersinia pestis in male and female mice of four inbred strains. Vaccine. 2000;19(2–3):358–66.

17. Qi Z., Zhou L., Zhang Q, et al. Comparison of mouse, guinea pig and rabbit models for evaluation of plague subunit vaccine F1+rV270. Vaccine. 2010;28(6):1655–60.

18. Qiu Y., Liu Y., Qi Z., et al. Comparison of immunological responses of plague vaccines F1+rV270 and EV76 in Chinese-origin rhesus macaque, Macaca mulatta. Scand J Immunol. 2010; 72(5): 425–33.

19. Pitt M.L.M. Non-human primates as a model for pneumonic plague. Gaithersburg, MD: Animal Models and Correlates of Protection for Plague Vaccines Workshop; 2004.

20. Philipovskiy A.V., Smiley S.T. Vaccination with live Yersinia pestis primes CD4 and CD8 T cells that synergistically protect against lethal pulmonary Y. pestis infection. Infect Immun. 2007;75(2):878–85.

21. Cote C.K., Biryukov S.S., Klimko C.P., et al. Protection Elicited by Attenuated Live Yersinia pestis Vaccine Strains against Lethal Infection with Virulent Y. pestis. Vaccines (Basel). 2021;9(161):1–25.

22. Directive 2010/63/EU of the European Parliament and of the Council. Official Journal of the European Union. 2010;276(53):33–79.

23. Kieser T. Factors affecting the isolation of CCC DNA from Streptomyces lividans and Escherichia coli. Plasmid. 1984;12(1):19–36.

24. Витязева С. А., Балахонов С. В., Пещерова Р. И., Шестопалов М. Ю. Методические рекомендации по определению плазмидного состава патогенных штаммов бактерий семейства Enterobacteriaceae. Иркутск; 2018;12.

25. Bolger A.M., Lohse M., Usadel B. Trimmomatic: a flexible trimmer for Illumina sequence data. Bioinformatics. 2014;30(15):2114–20.

26. Antipov D., Korobeynikov A., McLean J.S., Pevzner P.A. HybridSPAdes: an algorithm for hybrid assembly of short and long reads. Bioinformatics. 2016;32(7):1009–15.

27. Seemann T. Prokka: rapid prokaryotic genome annotation. Bioinformatics. 2014;30(14):2068–9.

28. Page A.J., Cummins C.A., Hunt M., et al. Roary: rapid large-scale prokaryote pan genome analysis. Bioinformatics. 2015; 31(22):3691–3.

29. Darling A.C., Mau B., Blattner F.R., Perna N.T. Mauve: multiple alignment of conserved genomic sequence with rearrangements. Genome Res. 2004;14(7):1394–403.

30. Medema M.H., Blin K., Cimermancic P., et al. AntiSMASH: rapid identification, annotation and analysis of secondary metabolite biosynthesis gene clusters in bacterial and fungal genome sequences. Nucleic Acids Res. 2011;39:W339–46.

31. Cui Y., Yang X., Xiao X., et al. Genetic variations of live attenuated plague vaccine strains (Yersinia pestis EV76 lineage) during laboratory passages in different countries. Infect Genet Evol. 2014;26:172–9.